隨著親和層析技術的發展，蛋白純化技術相對簡單，蛋白純化技術的應用也越來越普遍，一步親和層析即可達到90%以上的純度。然而，蛋白純化的過程中各個環節不容忽視。樣品處理，純化介質的選擇，純化方法的考慮，等等，雖然純化方法簡單，但是蛋白不同，採用的純化體系也不盡相同。只要達到最終的純化目的就是最好的純化方法。
對於親和層析純化抗體，不論是蛋白A/G還是特異性抗原親和層析，酸洗脫峰後一般加Tris中和。因為蛋白長期在酸性條件下易水解。但有一個問題就是中和容易產生沉澱。這是為什麼？是抗體變性了？如何才能避免這種情況呢？
這種沉澱主要是因為洗脫時的酸性條件導致抗體變形，而在中和的時候，pH的劇烈變化更易導致抗體的變性。沉澱發生的另一個重要原因是宿主蛋白等雜質含量偏高。這類雜質在中和的時候容易導致溶液渾濁進而引發抗體沉澱。
要減少沉澱的發生應該從幾個方面入手：
（1）儘量提高洗脫液的pH值。瞭解蛋白pH穩定性，包括低pH的穩定性，以及抗體的溶解度。如果pH穩定性低，最好使用Mabselect Sure探索高PH洗脫（PH5.0，4.0，3.0），都可以去嘗試。高PH可以洗脫的，儘量不要選擇更低的PH。
（2）儘量減少宿主蛋白。可以在親和層析之前經過深層過濾，絮凝沉澱，超濾等方法去掉一些宿主蛋白類雜質。另外最佳化親和層析時的中間洗滌步驟，儘量更多的去除宿主蛋白。當然不同批次的料液，其宿主蛋白的含量有所不同，因此需要加強監控，控制好親和層析上柱前的料液中HCP的含量。最好在上樣後加wash 洗HCP，PH 6左右加新增劑wash更換）。另外，也有一些介質本身的HCP的非特異吸附（這種情況在文獻中提到， agrose的非特異吸附少）
（3）同時可以新增一些尿素等變性劑以提高洗脫液的洗脫能力；也可以新增精氨酸等蛋白穩定劑，以減少蛋白的變形；也可以改善中和條件，中和用的tris溶液的濃度和用量不要太高（常用的是5%體積的1M tris）。如果是溶解度低的蛋白，適當降低親和層析進樣量；樣品處理和純化過程中，儘量保持較低的溫度 (4-8℃)。
（4）一般提純後的蛋白，無論是溶液還是凍幹，都是需要新增甘油或者醇類，糖類作為蛋白穩定的保護劑, 以免出現沉澱。
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